在细胞培养的领域中，细胞通常被分为两类：贴壁细胞和悬浮细胞。贴壁细胞需要依附于培养皿表面以保持生长，而悬浮细胞则能够在液体培养基中自由漂浮并增殖。人们往往认为只有贴壁细胞需要关注培养皿的表面特性，甚至需要使用胶原蛋白、多聚赖氨酸（poly-L-lysine, PLL）等物质进行包被以增强附着力。然而，如果你以为悬浮细胞就“永远不需要包被”，那么你可能会被其漂浮的外观所迷惑。实际上，在某些重要的实验操作中，悬浮细胞也可能需要暂时“靠岸”，甚至需借助包被表面的支持。今天，我们将讨论悬浮细胞为何有时需要包被，以及如何进行包被和在何种情况下进行。

什么是多聚赖氨酸（PLL）包被？

多聚赖氨酸（poly-L-lysine, PLL）是一种人工合成的阳离子多肽，具有丰富的氨基基团，并整体带有强正电荷。由于细胞膜表面通常带负电，PLL可以通过静电作用将细胞“吸附”于表面。它被广泛用于初代神经元、干细胞等难以贴壁细胞的培养，以及组织切片或细胞爬片染色的固定与增强某些表面抗体或细胞的结合力。在贴壁细胞中，PLL包被可以提高细胞的附着速度与均匀性，而在悬浮细胞中，则更多用于短期固定与功能性实验的配合。

悬浮细胞需要包被的常见场景

1. 免疫荧光成像与免疫染色

在普通培养皿中操作悬浮细胞时，容易在洗涤过程中被吸头吸走，或因漂移影响成像效果。而将细胞置于PLL包被的玻片或培养皿中，可以实现短暂固定，进而提高图像的稳定性和信噪比。

2. 电转染后细胞收集

电转后的悬浮细胞在恢复期往往比较脆弱。如果直接离心收集，可能会失去大量活细胞。因此，可以在PLL包被的板底短暂培养4到6小时，让部分细胞贴附后再进行回收，有助于提高后续转染效率与活性细胞比例。

3. 细胞富集或原位功能检测

某些实验，比如ELISPOT、细胞毒性检测和代谢产物原位检测，需要在细胞“原位”观察反应。这类实验对细胞分布和位置的稳定性要求较高，因此常常采用PLL或细胞外基质进行包被，以固定悬浮细胞。

4. 悬浮细胞低密度培养中的聚团问题

在低密度培养（如稀释后分选、单细胞克隆）时，悬浮细胞可能因为漂浮过快而无法扩增，或造成异常聚团影响观察。适当的包被可以帮助形成一些“锚点”，减少细胞间的漂浮干扰。

5. 外泌体/病毒收集实验中的细胞定点处理

在外泌体研究中，为保持细胞分泌的稳定状态，有时需要在轻度PLL包被条件下固定悬浮细胞，以避免因漂浮密度差异而影响上清产物的一致性。

如何正确使用PLL包被？

需要明确的一点是：对悬浮细胞的包被，并非为了让它们像贴壁细胞一样长时间生长。大多数情况下，这种包被的目的是为了实验窗口期的短暂固定、提高操作效率以及改善成像质量。长时间的附着可能会影响细胞状态并改变其生物学特性，因此在使用时需要根据实验目的合理调整处理时间和强度。

何时不应使用包被？

并非所有悬浮细胞实验都需要包被。以下情况应避免使用：
🚫 长期培养的悬浮细胞工艺（如293F在生物反应器中培养）不宜加包被，反而需使用低附着力培养皿（如聚HEMA处理）。
🚫 需要完全无附着状态的实验（如免疫学中某些流式功能检测、抗体介导的细胞毒性测试等），包被会影响结果的真实性。

总结

悬浮细胞在某些情况下也需要“靠岸”。无论是进行成像、收集、固定，还是确保操作的稳定性，适当的表面包被（如Z6·尊龙凯时所提供的PLL）可以显著提高实验成功率和数据质量。因此，悬浮并不意味着永远漂浮，科学实验强调恰当的时机和方式，包被恰好是其中不可或缺的小技巧。